[ Einführung ]

In den meisten Fällen wäre es wünschenswert, die zur Artbestimmung notwendigen Imagines eines Parasitoiden über die Zucht der von ihm befallenen Wirte zu gewinnen. Solche Parasitenzuchten bieten zwei entscheidende Vorteile:

• Erstens können durch die Zucht häufig nähere biologische Daten über die betreffende Art erhoben werden und

• zweitens wird die Bestimmung von adultem Parasitoidenmaterial erheblich erleichtert, wenn die Wirte bekannt sind.

Dennoch wird es aus verschiedenen Gründen notwendig sein, den Aufbau einer Parasitoiden-Sammlung durch zusätzliche direkte Aufsammlungen von Parasitoiden-Imagines im Freiland zu beschleunigen.

Für die Aufsammlung adulter Parasitoiden kommen die bei anderen Insekten üblichen Verfahren in Betracht. Größere Arten wie Schlupfwespen oder Raupenfliegen können gezielt mit einem Insektennetz gefangen werden. Da viele Arten Honigtau als Nahrung bevorzugen, kann die Ausbeute gesteigert werden, wenn vor Sammlungsbeginn Büsche und dergleichen mit Honig- oder Zuckerwasser besprüht werden. Manche Gruppen (z. B. Raupenfliegen, viele Schlupfwespen) sind morgens und abends aktiver als in den heißen Mittagsstunden; bei Blütenbesuchern und anderen Gruppen (z. B. Conopidae) liegen die Dinge gerade umgekehrt. Kleinere Arten wie Erzwespen, Zehrwespen etc. müssen in der Regel gekäschert werden, was bei dichter Vegetation einen entsprechend stabilen Käscher voraussetzt. Zur Entnahme der Imagines aus dem Fangnetz empfiehlt sich ein Aspirator, zur Abtötung Essigäther oder gehäckselte Blätter vom Kirschlorbeer (Prunus laurocerasus). Winzige Arten (Mymariden etc.) müssen in Alkohol konserviert werden.

Neben der aktiven Sammlung im Gelände mittels Fangnetz oder Käscher sind auch automatische Fangmethoden zu empfehlen. Hier bieten sich zunächst Fallen an, entweder die sogenannte Herting'sche Zeltfalle, bei der sich die Tiere an der transparenten Vorderwand des Zeltes sammeln und von dort mit dem Aspirator abgesammelt werden können oder die besser bekannte Malaise-Falle, bei welcher die adulten Parasitoiden in ein mit Alkohol gefülltes Sammelgefäß gelangen. Letzteres kann auch leer bleiben, sollte aber dann häufig gewechselt werden. Der Vorteil der Herting-Falle liegt in der gezielten Sammlung einzelner Individuen und Arten, die zudem lebend gewonnen werden; allerdings ist eine ständige Überwachung des Zeltes und ein häufiges Absammeln erforderlich, da sonst viele Tiere das Zelt wieder verlassen. Die Malaise-Falle liefert in der Normalausführung nur totes Material und zudem einen erheblichen Beifang, so daß die Parasitoiden erst mühsam aussortiert werden müssen. Auch ist die Präparation der im Alkohol liegenden Wespen und Fliegen umständlicher. Dies gilt auch für den Einsatz von Gelbschalen (Möricke-Fallen), die ursprünglich zum Blattlausfang entwickelt wurden und heute zum Massenfang verschiedenster Insekten gebräuchlich sind. Solche Farbschalen liefern vor allem in trockeneren Biotopen umfangreiche Ausbeuten an Kerbtieren, darunter auch viele parasitoide Dipteren und parasitische Microhymenopteren. Der bei Schmetterlingen oder Köcherfliegen übliche Lichtfang in den Abend- und Nachtstunden ist bei uns kaum ergiebig, da nur wenige parasitoide Hymenopteren oder Dipteren dämmerungs- oder nachtaktiv sind; in den Tropen ist jedoch ihr Anteil deutlich höher.

Die Zucht von adulten Parasitoiden aus den parasitierten Wirten setzt in der Regel umfangreiche Aufsammlungen von Wirtsmaterial und dessen Weiterzucht im Labor voraus. Im allgemeinen ist dabei die Zucht von Eiparasiten oder Puppenparasiten leichter zu bewerkstelligen, da sich diese Wirtsstadien nach der Parasitierung kaum noch weiter entwickeln und somit geringere Anforderungen bei der Betreuung der Zuchten stellen. Demgegenüber müssen Larvenzuchten, vor allem wenn sie von koinobionten Parasitoiden befallen sind, die ihren Wirt erst später, oft erst im Puppen- (Kokon-) Stadium abtöten und erst aus diesem Wirtsstadium schlüpfen, oft wochen-, monate- oder bei diapausierenden Wirten und Parasitoiden sogar jahrelang betreut und dabei auch ein- oder mehrmals überwintert werden. Im geringeren Maße trifft dies auch für die Aufzucht von Imaginal-Parasiten von Wanzen, Käfern, Spinnen und dergleichen zu. Zur Zucht der verschiedenen Wirtsgruppen konsultiere man deshalb die entsprechende Fachliteratur wie Handbücher über die Insektenzucht oder spezielle Anleitungen zur Sammlung, Zucht und Präparation von Schmetterlingen, Käfern und anderen Wirtsgruppen, wie sie häufig in Bestimmungsbüchern zu finden sind. Liebhaber-Entomologen sind oft enttäuscht, wenn aus einer Schmetterlingspuppe nicht der ersehnte Falter, sondern eine Schlupfwespe oder Raupenfliege schlüpft. Solches gezüchtetes Parasitenmaterial sollte aber unter allen Umständen präpariert, entsprechend etikettiert (mit Wirtsangabe!) und einem Spezialisten zugeleitet werden, da wir über die Wirtsbeziehungen vieler Parasitoiden noch sehr ungenügend Bescheid wissen und selbst häufige Schmetterlingsgruppen (z. B. Erebien, Zygaenen, Hesperiiden usw.) parasitologisch wenig untersucht sind.

Für die Aufsammlung adulter Parasitoiden kommen die bei anderen Insekten üblichen Verfahren in Betracht. Größere Arten wie Schlupfwespen oder Raupenfliegen können gezielt mit einem Insektennetz gefangen werden. Da viele Arten Honigtau als Nahrung bevorzugen, kann die Ausbeute gesteigert werden, wenn vor Sammlungsbeginn Büsche und dergleichen mit Honig- oder Zuckerwasser besprüht werden. Manche Gruppen (z. B. Raupenfliegen, viele Schlupfwespen) sind morgens und abends aktiver als in den heißen Mittagsstunden; bei Blütenbesuchern und anderen Gruppen (z. B. Conopidae) liegen die Dinge gerade umgekehrt. Kleinere Arten wie Erzwespen, Zehrwespen etc. müssen in der Regel gekäschert werden, was bei dichter Vegetation einen entsprechend stabilen Käscher voraussetzt. Zur Entnahme der Imagines aus dem Fangnetz empfiehlt sich ein Aspirator, zur Abtötung Essigäther oder gehäckselte Blätter vom Kirschlorbeer (Prunus laurocerasus). Winzige Arten (Mymariden etc.) müssen in Alkohol konserviert werden.

Direkte Freilandzuchten wurden bisher viel zu wenig genutzt. So lassen sich beispielsweise Weibchen von verschiedenen phytophagen Insekten leicht an ihren Wirtspflanzen in Gazebeuteln zur Eiablage einkäfigen. Nach Abnahme der Käfige können dann allfällige Eiparasiten bzw. später auch Larvenparasiten angreifen und das parasitierte Material kann gezielt wieder eingesammelt werden. Bewährt hat sich auch das Ausbringen von Puppen- oder Kokonmaterial, um entsprechende Parasiten anzulocken. Das zu exponierende Material kann im Larvenstadium aufgesammelt werden und die frischen Puppen oder Puparien werden anschließend an ihrem natürlichen Standort ausgesetzt und nach einer gewissen Zeit wieder eingesammelt und im Labor auf Parasiten weitergezüchtet. Auch Manipulationen von Freilandpopulationen bestimmter Wirte können die Parasitenausbeute steigern, beispielsweise dadurch, daß Teile der Wirtspopulation abgesammelt und dann konzentriert an günstigen Stellen wieder ausgesetzt werden, wodurch unter Umständen ein höherer Parasitenbefall induziert werden kann. Selbst unkonventionelle Manipulationen können manchmal interessante Ergebnisse zeitigen, in dem etwa Wirte an Orten oder zu Zeiten angeboten werden, an denen sie normalerweise nicht im Freiland auftreten. Wenn dann trotzdem eine Parasitierung erfolgt, so zeigt dies, daß das Wirtsspektrum mancher Schmarotzer nicht allein durch die physiologische Eignung der Wirte sondern oft nur durch ökologische Faktoren wie Biotopbindung, zeitliche Synchronisation mit dem Wirt und ähnliche Parameter eingeengt wird. Hier liegt noch ein weites Betätigungsfeld für phantasiebegabte Entomologen vor, das noch viele Überraschungen und Zufallsentdeckungen erwarten läßt.

Zum Studium von Parasit-Wirtsbeziehungen, vor allem aber zur Produktion großer Mengen von Parasitoiden zum Einsatz in der biologischen Schädlingsbekämpfung, ist es notwendig, daß die betreffende Parasitoidenart unter Laborbedingungen gezüchtet werden kann. Eine solche Dauerzucht setzt jedoch voraus, daß sich beide Partner, Wirt und Parasit, leicht züchten lassen. Vielfach ist aber schon die Zucht der Wirte schwierig und deshalb hat man nach Alternativwirten Ausschau gehalten, die sich im Labor leichter vermehren lassen. Solche Labor- oder Ersatzwirte haben häufig Eingang in die Praxis der Massenzucht von Parasitoiden gefunden. Das bekannteste, auch bei uns gebräuchliche Verfahren ist die Laborzucht von verschiedenen Trichogramma-Stämmen auf den Eiern der Getreidemotte, der Mehlmotte oder ähnlicher Ersatzwirte, um die Eiparasiten hinterher gegen verschiedene Pflanzenschädlinge freizulassen. Massenzuchten werden auch mit verschiedenen Schildlaus-Parasiten durchgeführt, wobei sich die Wirtsläuse bzw. verwandte Arten oft leicht auf Kartoffelknollen, Kürbissen oder Melonen im Insektarium züchten lassen.

Ein besonders geeigneter Ersatzwirt ist die Wachsmotte, Galleria mellonella. Bisher sind mindestens 47 parasitische Hymenopterenarten (viele Ichneumonidae, Braconidae, Chalcidoidea sowie zwei Bethylidae) und 22 verschiedene Raupenfliegen (Tachinidae) auf diesem Laborwirt erfolgreich gezüchtet worden. Der Vorteil der Wachsmotte (und ökologisch ähnlicher Wirte) dürfte darin liegen, daß Galleria eine, chemisch gesehen, relativ "neutrale" Nahrung, ohne sekundäre Pflanzeninhaltstoffe und dergleichen, zu sich nimmt und daher selbst für spezialisierte Endoparasiten günstige physiologische Entwicklungsbedingungen bietet.

Die Zucht von Parasitoiden auf Ersatzwirten kann entweder daran scheitern, daß der Wirt vom Parasitenweibchen nicht angenommen wird oder daß zwar eine Belegung stattfindet, der Wirt jedoch für die Entwicklung des Parasiten ungeeignet ist. Im ersteren Falle lassen sich, etwa bei ovolarviparen Parasitoiden, dadurch gute Erfolge erzielen, daß man die Wirte selbst infiziert, in dem man die voll inkubierten Parasiteneier oder frisch geschlüpften Junglarven (bzw. Planidien) auf den Wirt überträgt. Dieses Verfahren, hat vor allem bei parasitischen Dipteren weite Verbreitung gefunden. Dem Raupenfliegenweibchen wird gegen Ende der Präovipositionsperiode (Eireifung) das Ovar entnommen und die schlüpfreifen Eier werden in physiologische Kochsalzlösung überführt. Dann werden sie, oder die inzwischen geschlüpften Junglarven, mit einem feinen Pinsel auf die Raupen des Ersatzwirtes übertragen, wo sie sich meist sofort einbohren. Das Verfahren, geeignete Infektionsstadien der Parasitoiden (Eier, Planidien und andere Larvenstadien von ektoparasitischen Hymenopteren, Eier bzw. Larven von ovo-larviparen Dipteren) auf Ersatzwirte zu übertragen, sollte in der Erforschung der Biologie und Wirtsspezifität der Parasitoide viel stärker benutzt werden, um tiefere Einblicke in das Wirtswahlverhalten sowie in die Probleme der Wirteignung und Wirtsregulation zu erhalten.

P-Online

Last modified: 13.03.02